Vízügyi Közlemények, 1987 (69. évfolyam)
2. füzet - Pekár Ferenc-Oláh János-Tóth László: Nitrifikáció halastavakban és természetes vizekben
Nitrifikáció halastavakban és természetes vizekben 241 A 2. ábrán látható, hogy 5 g-m3 az optimális N-Serve töménység, amelynél a nitrifikáció már gátolt, a heterotróf baktériumok hidrogénkarbonát felvétele azonban még nem. Tehát az N-Serve 5 g • m~ 3 végső töménységben használható, mint jellegzetes nitrifikációt gátló anyag (Billen 1976). Az ezután következő években az N-Serve-vel gátolt technikát alkalmazó módszerekben ezt a töménységet használták a nitrifikáció meghatározásánál vízben és üledékben egyaránt (Somville 1978, Wollast 1980, Szwerinski 1981, Hall 1982, Szaralov-Krilova-Pamkauszkája 1983). A kezeletlen és az 5 gm~ 3 N-Serve-vel kezelt minta hidrogénkarbonát felvétele közötti különbség (az ún. N-Serve érzékeny hidrogénkarbonát kivételével) a nitrifikáció folyamatának tulajdonítható. Tengeri üledékből izolált nitrifikáló baktériumok NH 4Cl-dal gazdagított tenyészetében, 15 napos kísérlet során Billen (1976) jó összefüggést talált az ammónia oxidáció sebessége és az N-Serve érzékeny hidrogénkarbonát felvétel sebessége között. Az N-Serve érzékeny hidrogénkarbonát felvétel kifejezhető az ammónia oxidáció sebességében is, ha ismerjük az oxidált N és a felvett С molarányát. Ennek az aránynak az értékét nitrifikáló baktériumok természetes populációjában Billen (1976) adta meg. A vizsgálatok szerint a nitrifikáló baktériumok teljes közössége (ammónia és nitrit oxidálok) 0,12 цто1 hidrogénkarbonátot köt meg 1 цто1 NH^-N-nek NO^"-N-né történő oxidációja során. Tehát az N-Serve érzékeny hidrogénkarbonát felvétel sebességét —-—-el megszorozva, megkapjuk a nitrogén oxidáció sebességét. 3.1. A nitrifikáció meghatározás tóvízben 1 4C-módszerrel A tóvízben lévő nitrifikáló baktériumok aktivitásának meghatározására a nitrifikáció során felszabaduló energiával felvett HCO3 mennyiségét számítottuk az összes felvett és az N-Serve jelenlétében felvett HCO3 különbségeként. A kezeletlen és az N-Serve-vel kezelt mintában, az adott inkubációs idő alatt beépített HCO3-mennyiségét izotóphígításos eljárással, a baktériumok kiszűrésével és a felvett radioaktivitás folyadékszcintillációs módszerrel történő detektálásával mértük. Egy 5,0 • 10 5 mm 3-es üvegdugós steril Erlenmeyer-lombikban 5,0 • 10 5 mm 3 vízmintához kis térfogatú (100-200 mm 3) 10 MBq aktivitással ekvivalens steril Na 2 1 4C0 3-oldatot (fajlagos aktivitása 300-600 MBq-ттоГ 1) adtunk és jól megkevertük. A mintát 1,0 • 10 5 mm 3-enként azonnal öt darab 1,0 • 10 5 mm 3-es alufóliába burkolt steril gyógyszertári folyadéküvegbe töltöttük, kettőhöz 50-50 mm 3 10 g • m 3 koncentrációjú alkoholos N-Serve oldatot, kettőhöz ugyanilyen térfogatú tiszta alkoholt, egyhez pedig 2000 mm 3 semlegesített formaiint adtunk. Ez utóbbi a vakpróba volt, melynek használata a nitrifikáció meghatározásánál látszólag fölösleges. Az összes HCO3 -felvétel vakpróbával korrigált értéke azonban felhasználható a bakteriális produkció kiszámítására is (KusnetsovRomanenko 1966, Overbeck 1979). Az üvegeket lezártuk és jól összeráztuk, majd 2 órát inkubáltuk a természetbeni állapotnak megfelelő hőmérsékleten. Az inkubációs idő letelte után a kezeletlen és az N-Serve-vel kezelt mintákat 2000-2000 mm 3 semlegesített formalinnal rögzítettük. Ezután minden mintából 3 x 0,1 • 10 s mm 3-t cellulóznitrátból készült 0,2 цт pórusátmérőjű membránszűrőn leszűrtük, jól leszívattuk, majd a szűrőket 3x 5000 mm 3 500 mol • m-3 töménységű HCl-oldattal mostuk (a meg nem kötődött és kicsapódott karbonátok elbontása céljából), végül ismét jól leszívattuk. A szűrőket 0,15.10 s mm 3 Bray-koktélt (4,0 g PPO(2,5difeniloxazol), 0,20 g POPOP (1,4-2,5 feniloxazolil-benzol); 60 g naftalin 5.10 5 mm 3 dioxán (1,0 • 10 5 mm 3 abszolút metanol és 0,2 • 10 5 mm 3 etilénglikol elegyében oldva, majd dioxánnal
