188077. lajstromszámú szabadalom • Eljárás az új antibiotikus hatású BMG162-AF2 előállítására
1 188 077 2 dik, ötödik, hatodik, tizenharmadik és tizenötödik napján. Egyik esetben sem észlelhető a keményítő lebomlása. (8) Citromsav hasznosítása 5 nap elteltével sem a Koser-féle citrát-táptalajon, sem a Christensen-féle agar-agar táptalajon nem figyelhető meg növekedés. (9) Szervetlen nitrogénforrások hasznosítása a növekedéshez 10 g glükózból, 1 g kálium-dihidrogén-foszfátból, 0,5 g magnézium-szulfát-heptahidrátból, 0,2 g kálium-kloridból és 1000 ml ionmentesített vízből áíló, 7,2-es pH-értékű alap táptalajhoz 1 g nátriumnitrátot, 0,78 g ammónium-szulfátot vagy 1,7 g nátrium-glutamátot adagolunk. Egyik vizsgált szervetlen nitrogénforrást tartalmazó táptalajon sem észlelhető növekedés. (10) Pigment képződése Egy éjszakán át tartó inkubálás után a King-féle A agar-agaron (20 g peptonból, 1,4 g magnéziumkloridból, 10 g ammónium-szulfátból és 15 g agaragarból desztillált vízzel 1 literre való feltöltéssel készült, 7,2-es pH-értékű táptalaj) szobahőmérsékleten 6 napon át, illetve a King-féle B agar-agaron (20 g peptonból, 1,5 g kálium-dihidrogén-foszfátból, 1,5 g magnézium-szulfátból és 15 g agar-agarból desztillált vízzel 1 literre való feltöltéssel készült, 7,2-es pH-értékű táptalaj) szobahőmérsékleten 6 napon át tartó állást követően egyik tenyészet esetén sem figyelhető meg oldható pigment. (11) Ureáz képződése 2 g peptonból, 30 g karbamidból, 5 g nátriumkloridból, 9 g kálium-hidrogén-foszfátbói, 3 g nátrium-dihidrogén-foszfátból és 0,01 g fenolvörösből desztillált vízzel 1 literre való feltöltéssel készült, 6,2-es pH-értékü táptalajon 24 órás tenyésztést követően sem mutatható ki ureáz. (12) Oxidáz képződése Agar-agar alapú ferde tenyészetben 1 éjszakán át végzett tenyésztést követően a még frissen Cytochrome márkanevű, oxidáz kimutatására alkalmas papírral (gyártója Nissui Co. japán cég) végzett teszt pozitív oxidáz reakciót mutat. (13) Kataláz képződése Agar-agar alapú ferde tenyészetben 1 éjszakán át végzett tenyésztést követően habszerü képződmény tapasztalható, amely 3%-os vizes hidrogén-peroxid-oldattal végrehajtott kataláz-tesztben pozitív eredményt ad. (14) Növekedési körülmények Sterilizálás után 3,0, 4,0, 5,0, 6,0, 6,8, 7,8, 8,2 és 8,8 pH-értékű táptalajokon 24 órán át végzett tenyésztést követően növekedés észlelhető 5,0 és 8,2 pH-értékek között. A növekedés szempontjából optimális pH-tartomány 6,0 és 7,8 közötti. 9 °C-on, 15 °C-on, 20 °C-on, 24 °C-on, 27 °C-on, 30 °C-on 37 °C-on, 40 °C-on, 45 °C-on és 50 °C-on 24 órár át tartó inkubálást végezve növekedés észlelhető 15 °C és 40 °C között. Az optimális hőmérséklet a növekedés szempontjából 37 °C körüli. (15) Oxigén hatása Ha a tenyészetet 1% glükózt tartalmazó agaragarban szuszpendáljuk, majd a szuszpenziót vastag rétegben megszilárdítjuk, akkor a réteg felületein kifejezetten jó növekedés észlelhető. Anaerob körülmények között 7 g növényi extraktumból, 5 g élesztő-extraktumból, 3 g hús-extraktumból, 10 g peptonból, 10 g triptonból, 3 g szója-peptonból, 3 g dextrózból, 2,5 g kálium-hidrogén-foszfátbói, 2 g nátrium-kloridból, 0,3 g L-cisztein-hidrokloridból, 0,3 g nátrium-tioglikolátból és 14 g agar-agarból desztillált vízzel 1 literre történő feltöltéssel készült, 7.2- es pH-értékű táptalajon is észlelhető növekedés. (16) Hugh-Leifson teszt és O-F teszt Mindkét esetben aerob és anaerob körülmények között egyaránt glükóz lebomlása és sav képződése észlelhető. (17) Szénforrások hasznosítása Ha a szénvegyületek hasznosítását Iizuka és Komagata módszerével (lásd: Hasegawa, T.: „Taxonomy and Identification of Microorganisms”, 230. oldal; a könyv a The University of Tokyo Press kiadó gondozásában 1975-ben jelent meg) vizsgáljuk, akkor megállapítható, hogy a glükóz, a glicerin és a nátrium-szukcinát a növekedés céljaira hasznosul, míg a nátrium-acetát, nátrium-citrát és a 4-hidroxi-benzoesav-nátriumsó nem. (18) Sav és gáz képződése cukrokból A BMG162-aF2 törzset felkenjük olyan ferde tenyészetekre, amelyeket úgy készítünk, hogy 1 g ammónium-hidrogén-foszfátból, 0,2 g nátriumkloridból, 0,2 g magnézium-szulfát-heptahidrátból, 0,2 g élesztő-kivonatból, 15 g agar-agarból, 4 ml 0,2%-os vizes brómkrezol-bíbor oldatból és 1000 ml ionmentesített vízből készült, 7,2-es pH-értékű alap táptalajhoz steril körülmények között előzetesen sterilizált különböző cukorféléket adunk, koncentrációjukat a táptalajban 1%-ra beállítva, majd ezután koagulálást végzünk. 40 napos kísérleti időszak alatt vizsgáljuk sav képződését. Sav képződik D-glükózból, D-mannózból, D-fruktózból, D-mannitból, maltózból, trehalózból és glicerinből, nem képződik viszont D-xilózból, L-arabinózból, D-glaktózból, ramnózból, D-szorbitból, inozitból, laktózból, szacharózból, raffinózból és keményítőből. Másrészt vizsgáljuk a gázfejlődést Durhamcsövet használva úgy, hogy az előző bekezdésben ismertetett módon különböző cukrokat adunk 10 g peptonból, 5 g nátrium-kloridból, 0,008 g brómtimol-kékből és 1000 ml ionmentesített vízből álló, 7.2- es pH-értékű táptalajhoz. Egyik vizsgált cukorból sem képződik gáz. (19) Oxidációs teszt glükonsawal 2 g kálium-hidrogén-foszfátbói, 0,5 g magnézium-szulfátból, 5 g nátrium-kloridból, 0,5 g ammónium-szulfátból, 10 g kálium-glükonátból és 1 liter desztillált vízből készült, 6,3-es pH-értékű táptalajjal végzett kísérletben negatív eredményt kapunk. (20) Dihidroxi-aceton képződése 10 g élesztő-kivonatot, 20 g glicerint, 15 g agaragart és 1000 ml ionmentesített vizet tartalmazó, 7,0 pH-értékű táptalajon 3, 5, 10 és 24 napon át végzett inkubálást követően egyetlen esetben sem figyelhető meg dihidroxi-aceton képződése Fehling-féle reagenssel vizsgálva. . (21) Nátirum-kloriddal szembeni ellenállóképesség 10 g triptikázból (Trypticase, BBL) és 1000 ml ionmentesített vízből álló, 7,0 pH-értékű alap táp5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 3
