187566. lajstromszámú szabadalom • Eljárás biciklusos guanidin-származékok előállítására
187 566 közöltekhez hasonlóan alakíthatjuk ki. A Z helyén nitrogénatomot tartalmazó kiindulási anyagok jobb oldali oldalláncát a 9. példánál közöltekhez hasonlóan alakíthatjuk ki. A találmány szerinti b) eljárásban kiindulási anyagokként felhasznált (XIX) és (XX) általános képletű vegyületeket a c) eljárásban felhasznált kiindulási anyagokhoz hasonlóan állíthatjuk elő. Ezt az eljárást a 6. és 8. példában részletesebben ismertetjük. A b) eljárásban kiindulási anyagokként felhasznált (XXI) és (XXII) általános képletű vegyületeket, valamint a d) eljárásban kiindulási anyagokként felhasznált (XXV) általános képletű vegyületeket ismert kémiai módszerekkel állíthatjuk elő (lásd az 5. példát). A d) eljárásban kiindulási anyagokként felhasznált (XXIV) általános képletű vegyületeket ágy állíthatjuk elő, hogy a megfelelő amino-heterociklusos vegyületen a korábban ismertetett módon kialakítjuk a guanidino-csoportot. Miként már korábban közöltük, a találmány szerint előállítható guanidin-származékok hisztamin H-2 antagonista és gyomorsav-szekréciót gátló hatással rendelkeznek, ennek megfelelően melegvérüeken a gyomorfekély és a túlzott gyomorsavtermeléssel járó egyéb rendellenességek (például stresszhatásra kialakuló fekély a traumás gyomor- és bélvérzések) kezelésére használhatók fel. Az (I) általános képletű vegyületek hisztamin H-2 antagonista hatásának vizsgálata során meghatároztuk, hogy a hatóanyagok hogyan gátolják a perietális sejtek savas terének hisztaminnal kiváltott aminopirin-felvételét. A vizsgálatot a következőképpen végeztük: Új-zélandi fehér nyulak gyomor-nyálkahártyáját lefejtettük az alatta fekvő izmokról, és a szövetet „A” pufferoldattal mostuk. (Az „A” pufferoldat literenként 8,007 g nátrium-kloridot, 0,201 g kálium-kloridot, 0,113 g dinátrium-hidrogén-foszfátot, 0,204 g kálium-dihidrogén-foszfátot, 0,132 g kálcium-klorid-dihidrátot, 0,101 g magnéziumkloridot és 1 g glükózt tartalmaz; a pufferoldat pH-ját nátríum-hidroxiddal 7,4-re állítjuk be.) A szövetet finoman felaprítottuk, „A” pufferoldatban szuszpendáltuk, és „A” pufferoldattal háromszor mostuk. Ezután a szövetet 10 g tiszta súlyra számítva 50 ml diszperziós közegben [100 mg kollagenáz (Sigma Chemical Co., V. típus) és 100 mg szarvasmarha szérum albumin (Miles Laboratories Ltd., V. frakció) 100 ml „A” pufferoldattal készített oldata] szuszpendáltuk, és a szuszpenziót oxigén-atmoszférában, keverés közben 30 °C-on inkubáltuk. Eközben a szuszpenzió pH-ját állandóan ellenőriztük, és 7,4-es értéken tartottuk. 30 perc elteltével a szöveteket ülepedni hagytuk, és a felső folyadékfázist elöntöttük. A szövetekhez 10 g nedves szövetsúlyra számítva 50 ml friss diszperziós közeget adtunk, és folytattuk az inkubálást. 40-60 perc elteltével a szövet legnagyobb része mirigyekre és teljes sejtekre esett szét. Az esetleg még jelenlévő nagyobb szövetdarabokat nylon szitaszöveten kiszűrtük, a mirigy-sejt keveréket centrifugálással (200 g gyorsulás) elkülönítettük, majd 1 % szarvasmarha szérum albumint (Miles Laboratories Ltd., V. frakció) tartalmazó „A” pufferoldatban szuszpendáltuk. A sejteket és mirigyeket „A” pufferoldattal háromszor mostuk, majd 10 g tiszta szövetsúlyra vonatkoztatva 150 ml „B” pufferoldatban szuszpendáltuk. [A „B” pufferoldat 500 ml Eaglesféle minimális tápközeget, 10 mg aprotinint (Sigma Chem. Co.) és 150 mmól, azaz 20 ml 2-[4-(2-hidroxi-etil)-piperazin-1 -il]-etánszulfonsavat tartalmaz ; a pufferoldat pH-ját nátrium-hidroxiddal 7,4-re állítjuk be.] A szövetszuszpenziót felhasználás előtt legalább 1 órán át 32 °C-on, oxigén atmoszférában kevertük. Ezután a szővetszuszpenzióhoz 10 pmól, a dimetil-amino-csoporton CI4-gyel jelzett aminopirint (radioaktivitás: 0,1 gCi/ml) és vizsgálandó vegyületet adtunk, és a szuszpenziót 20 percig inkubáltuk. Ezután a szövet aminopirin-felvételének serkentése céljából a szuszpenzióhoz 10'5 mól végső koncentrációnak megfelelő mennyiségű hisztamint és 5 • 10'7 mól végső koncentrációnak megfelelő mennyiségű ICI 63 197 foszfodiészteráz-inhibitort [Biochem. Soc. Special Publication /, 127-132 (1973)] adtunk. 18 perc elteltével a sejteket és a mirigyeket mikro-üvegrost-szűrőn kiszűrtük a szuszpenzióból, és jéghideg „A” pufferoldattal háromszor gyorsan (10 másodpercnél rövidebb ideig) mostuk. A szövetek által megkötött, jelzett aminopirin menynyiségét szcintillációs számlálóval határoztuk meg, és a vizsgálandó vegyület által okozott gátlást a kontrolihoz viszonyítottuk. A különböző ható. anyag-koncentrációkkal végzett kísérletek eredményeit grafikusan ábrázoltuk, és a kapott görbéből meghatároztuk az 50%-os gátlást okozó hatóanyagkoncentrációt. A példákban felsorolt valamennyi (I) általános képletű vegyületet alávetettük a fenti vizsgálatnak. Valamennyi vegyület 3 pmólos vagy annál kisebb koncentrációban fejtett ki 50%-os gátló hatást. A gyomorsav-szekréciót gátló hatást ismert módszerekkel határozhatjuk meg, például úgy, hogy az (I) általános képletű vegyületeket intravénásán, orálisan vagy gyomorszondán át a gyomornedv kiválasztását elősegítő anyaggal, így pentagasztrinnal, hisztaminnal, bethanechollal stb. előkezelt vagy előzetesen etetett, gyomorfekélyes állatoknak (például patkányoknak vagy kutyáknak) adjuk be, majd vizsgáljuk a gyomorsav-szekréció változását. Patkányokon végzett kísérletek : 200-230 g testsúlyú nőstény patkányokat intramuszkulárisan adagolt 1,5 g/kg uretánnal altattunk, majd az állatok légcsövébe kanült helyeztünk. Az állatok nyelőcsövén keresztül lágy csövet vezettünk a gyomorba, és a csövet a nyaktájon kötéssel rögzítettük. Az állatok nyombelét felmetszettük, a nyombélen keresztül 3 mm átmérőjű perforált műanyag csövet toltunk a gyomor antrális részébe, és a csövet a gyomorszájnál lekötöttük. Az állatok gyomrába a nyelőcsőbe vezetett csövön keresztül 7 ml/perc sebességgel fiziológiás sóoldatot (9 g/1 koncentrációjú vizes nátrium-klorid-oldat) 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 4
