Hidrológiai Közlöny 2012 (92. évfolyam)

2. szám - Kováts Nóra–Ács András–Ferincz Árpád–Kakasi Balázs–Kovács Anikó: Lumineszcens baktériumteszt egyes változatainak alkalmazása üledék-toxicitás vizsgálatára

KOVÁCS N. és mtsai: Lumineszcens baktérium teszt 37 A, fabA, katG, grpE, dnaK, amelyek különböző jellegű károsodásoknál lépnek működésbe (1. táblázat). Léteznek fém-specifikus promóterek, amelyek meghatározott komponensek jelenlétét képesek detektálni. Ezt felhasználva több bakteriális bioszenzort kifejlesztettek, melyekben a fémek hatására DNS-választ adó alkotóelemeket és/vagy a szabályozó génjeiket fuzionáltatták különböző reporter génekkel. Ismerünk bioszenzorokat, melyek a higany rezisztenciáért felelős DNS régiót használják (Condee and Summers 1992; Selifonova et al. 1993; Hansen and Sorensen 2000). A MerR egy metalloregulátor fehéije, mely a Hg(II)-höz kötődik és aktiválja a higany rezisztens gén, a merTPCAD transzkripcióját az E.coliban. Olyan szenzor plazmidok létrehozására, melyek képesek a Hg(II) jelenlétének kimutatására, a mer operon promoter régióját füzionáltatják a luxAB reporter génnel. A heterológ MerR a Hg(II)-höz kötődve aktiválja a luxAB mer promoter upstream szabályzó elemeit. Ehhez hasonló elven működve léteznek arzént detektáló bioszenzorok is. Az ars operon promoter régióját füzionáltatják megfelelő reporter génnel (Corbisier et al. 1993; Cai and DuBow 1997; Ramanathan et al. 1997; Scott et al. 1997; Tauriainen et al. 1997; Fujimoto et al. 2006). Az arzén rezisztencia mechanizmusa jól ismert az E. coliban. Az arzén rezisztenciáért felelős ars operon két szabályozó gént (arsR és arsD) és három strukturális gént (arsA, arsB és arsC) (Wu and Rosen 1991; Kaur and Rosen 1992) tartalmaz. Az arsR egy represzszor, ami az ars operon (O/Pars) operátor-, vagy promoter régiójához kötődik. így meggátolja az arzén rezisztenciáért felelős gének transzkripcióját. Ha arzén van jelen, az arsR megköti, majd az konformációváltozáson megy keresztül, ezáltal disszociálódik az operátorról (Shi et al. 1996). Tautianien et al (1997) reporterként szentjánosbogár luciferáz gént (lucFF) használt. Arzén, antimon és kadmium hiányában a lucFF gén expressziója gátolt. Az említett fémek jelenléte génexpressziót indukál és a fényemisszió következik be, melynek mértéke meghatározható. Yagi (2007) és kollégái olyan arzén bioszenzort készített, melyben fuzionáltatta az O/Pars-t, az arsR-t és a crtA-t, majd ezt beépítette a sárga színű CDM2 törzsbe. Arzén hiányában az arsR az O/Pars-hoz kötődik, így meggátolja a downstream gének transzkripcióját, azáltal fenntartva a sárga színt. Ha az arzén kötődik az ArsR-hez, a komplex disszociál az O/Pars régióról és aktiválódik a crtA gén, mely vörös színű karotinoid szferoidént eredményez. (Yagi 2007) 1. táblázat Törzs Promóter/Jelleg Hivatkozás DPD2794 DUAL22 recA/DNS károsodás Vollmer et al., 1997; Elsemore, 1998; Davidov et al., 2000, Mitchell&Gu, 2004 DPD2818 uvrA/DNS károsodás Vollmer et al. (1997) DPD2844 alkA/DNS károsodás Vollmer et al. (1997) TV1061 grpE/citotoxikus károsodás, fehéije károsodás Van Dyk et al. 1995b; Arsene et al., 2000 WM 1202 dnaK/citotoxikus károsodás, fehérje károsodás Van Dyk et al. 1994 DPD1006 Ion/ citotoxikus károsodás, fehéije károsodás Van Dyk et al. (1995a) DPD2540 DPD2544 fabA/membránkárosodás Belkin et al. (1997) DE135 uspA/univerzális stressz Van Dyk et al. (1995b) DPD1571 micF/oxidatív károsodás Dukan et al. (1996), Oh et al. (2000) DPD251

1 DUAL22 katG/oxidatív károsodás Belkin et al. (1996), Mitchell & Gu, 2004 A higany és arzén mellett ismertek más toxikus fémeket detektáló génfüziós technológiával készült bioszenzorok is. Készültek kadmium bioszenzorok Staphylococcus aureusban a lux (Corbisier et al. 1993) és lue (Tauriainen et al. 1998) géneket használva. Ezek ólomra, antimonra is érzékenyek. Készült króm bioszenzor Alcaligenes eutrophusban, ß-gal-t alkalmazva (Peitzsch et al. 1998), valamint a talajokból biológiailag felvehető nikkel detektálására a lux gént használva Ralstonia eutropha-ban (Tibazarwa et al. 2001). Szintén alkalmazott recipens szervezet a Pseudomonas fluorescens. A Ps. fluorescens HK44 törzsben a nah-lux reporter plazmid található. A törzs képes a naftalin degradációjára, ez indukálja a fénykibocsátást (Ripp et al. 2000; Valdman et al. 2004; Trögl et al. 2005, 2007). A baktériumokat immobilizálják (többnyire agaron), a biolumineszcens jelet fotódetektorral (esetleg szcintillációs detektorral, vagy röntgenfilmmel) érzékelik. Üledékben is előforduló szennyezők közül érzékenységüket elsősorban PAH-okra vizsgálták (Gu és Chang, 2001; Lee et al., 2003; Valdman et al., 2004). Irodalom Antunes SC, Pereira JL, Cachada A, Duarte AC, Goncalves F, Sousa JP, Pereira R. 2010. Structural effects of the bioavailable fraction of pesticides in soil: Suitability of elutriate testing. J Hazard Mater 184: 215-225. Arsene F, Tomoyasu T, Bukau B. 2000. The heat shock response of Escherichia coli. Int J Food Microbiol 55: 3-9. Azur Environmental, 1995. Microtox Basic Solid-Phase Test (Basic SPT), Carlsbad, CA, USA. Belkin S, Smulski DR, Dadon S, Vollmer AC, Van Dyk TK, LaRossa RA. 1997. A panel of stress-/responsive luminous bacteria for toxicity detection. Water Res 31: 3009-3016. Belkin S, Smulski DR, Vollmer AC, Van Dyk TK, LaRossa RA. 1996. Oxidative stress detection with Escherichia coli harboring a katG::lux fusion. Appl Environ Microbiol 62 (7): 2252-2256. Benton MJ, Malott ML, Knight SS, Coopers CM, Benson WH. 1995. Influence of sediment composition on apparent toxicity in a solid-phase test using bioluminescent bacteria. Environ Toxicol Chem 14: 411-414. Brouwer H, Murphy T, McArdle L. 1990. A sediment-contact bioassay with Photobacterium phosphoreum. Environ Toxicol Chem 9: 1353-1358. Bulich AA, Isenberg DL. 1981. Use of the Luminescent Bacterial System for the Rapid Assessment of Aquatic Toxicity. ISA Trans 20: 29-33. Cai J, DuBow MS. 1997. Use of a luminescent bacterial biosensor for biomonitoring and characterization of arsenic toxicity of chromated copper arsenate (CCA). Biodegradation 8: 105-111. Campisi T, Abbondanzi F, Casado-Martinez C, DelValls TA, Guerra R, Iacondini A. 2005. Effect of sediment turbidity and color on light outputmeasurement for Microtox® Basic Solid-Phase Test Chemosphere 60: 9-15. Can S. 1998. Marine and estuarine porewater toxicity testing. In: Wells PG, Lee K, Blaise C, editors. Microscale techniques in aquatic toxicology: advances, techniques, and practice, 650. Boca Raton, Florida: CRC Choi SH, Gu MB. 2002. A portable toxicity biosensor using freeze-dried recombinant bioluminescent bacteria. Biosensors Bioelectron 17: 433-440. Condee CW, Summers AO. 1992. A mer-lux transcriptional fusion for real-time examination of in vivo gene expression kinetics and promoter response to altered superhelicity. J Bacteriol 174: 8094-8101. Corbisier P, Ji G, Nuyts G, Mergeay M, Silver S. 1993. LuxAB gene fusions with the arsenic and cadmium resistance Operons of Staphylococcus aureus plasmid pI258. FEMS Microbiol Lett 110: 231-238. Coz A, Rodriguez-Obeso O, Alonso-Santurde R, lvarez-Guerra MA, Andrés A, Viguri JR, Mantzavinos D, Kalogerakis N. 2008. Toxicity bioassays in core sediments from the Bay of Santander, northern Spain. Environ Res 106: 304Dauvin J-C. 2010. Towards an impact assessment of bauxite red mud waste on the knowledge of the structure and functions of bathyal ecosystems: The example of the Cassidaigne canyon (north-western Mediterranean Sea). Mar Pollut Bull 60: 197-206. Davidov Y, Rozen R, Smulski DR, VanDyk TK, Vollmer AC, Elsemore DA, LaRossa RA, Belkin S. 2000. Improved bacterial SOS promoter::lux fusions for genotoxicity detection. Mutat Res 466: 97-107. Dukan S, Dadon S, Smulski DR, Belkin S. 1996. Hypochlorous acid activates the heat shock and soxRS systems of Escherichia coli. Appl Environ Microbiol 62: 4003-4008. Elsemore DA. 1998. Insertion of promoter region: luxCDABE fusions into the Escherichia coli chromosome. Methods Mol Cell Biol (CliftonN.J.) 102: 97Fujimoto H, Wakabayashi M, Yamashiro H, Maeda I, Isoda K, Kondoh M, Kawase M, Miyasaka H, Yagi K. 2006. Whole-cell arsenite biosensor using photosynthetic bacterium Rhodovulum sulfidophilum: Rhodovulum sulfidophilum as an arsenite biosensor. Appl Microbiol Biotechnol (in press) Gil G-C, Mitchell RJ, Chang S-T, Gu M-B. 2000. A biosensor for the detection of gas toxicity using a recombinant bioluminescent bacterium. Biosens Bioelectron 15: 23-30. Gu MB, Chang ST. 2001. Soil biosensor for the detection of PAH toxicity using an immobilized recombinant bacterium and a biosurfactant. Biosens Bioelectron 16: 667-674. Hansen LH, Sorensen SJ. 2000. Versatile biosensor vectors for detection and quantification of mercury. FEMS Microbiol Lett 193: 123-127.