Hidrológiai Közlöny 1999 (79. évfolyam)
4. szám - A Magyar Hidrológiai Társaság XVII. Országos Vándorgyűlése, Miskolc, 1999. július 7–8.
367 A stressz-válasz kialakulása, a peroxidáz enzimaktivitás változásai a mikrocisztinnel kezelt mustárnövényeken és a nád szövettenyészeteken Máthé Cs., M.- Hamvas M.., Molnár E., Grigorszky L, Borbély Gy. Kossuth Lajos Tudományegyetem, Növénytani Tanszék, 4010 Debrecen, Egyetem tér 1. 0 2 4 6 t 10 12 afl jocó ai ii. m(Aiü klorofill-* egységben kifejezve -crobriogéo taJlusz • i kallusz 1. ábra. A nyers mikrocisztin kivonat hatása a Phragmites australis kalhiszok növekedésére. Kulcsszavak: mikrocisztin, Phragmites australis, szövettenyészet, Sinapis alba, peroxidáz 1. Bevezetés A Microcystis aervgmosa cianobaktérium toxinjai közül a mikrocisztinek a legismertebbek. A mikrocisztinek a hepatotoxmok családjába tartoznak. A specifikus hatásuk az 1 és a 2A típusú, szerin- treoni n protein foszfatázok gátlása (3, 8, 10). A mikrocisztin a növények növekedését, fejlődését gátolja, a sejtciklus, az anyagcsere és a fotoszintézis protein foszfotiláció függő folyamatait befolyásolja (10). Vizsgálataink során a mustártesztet (6), valamint a nád szövettenyészeteket használtuk. A nádoövényekből kallusz- és sejt-szuszpenziós tenyészeteket, valamint "mim" nádoö vényeket állítottunk elő, azért hogy laboratóriumi körülmények között tanulmányozzuk a mikrocisztin hatását A mikrocisztin és a növényekben lejátszódó stresszfolyamatok közötti kapcsolat alig ismert terület Munkánkban a mikrocisztin a növényi peroxidázokra (mustár, nád) kifejtett hatását tanulmányoztuk. Általánosan ismert, hogy a peroxidázok aktivitása az oxidatív stressz során megemelkedik (7). 2. Anyag és módszer A mikrocisztin izolálásához használt Microcystis aervgmosa törzs a Velencei-tó 199l-es vízvirágzásából származó, BGSD243 jelű izolátum voft A Microcystis aervgmosa toxmjainak izolálását Kós és mtsai (1995) módosított eljárása szerint végeztük (6). A cianobaktérium kivonat elkészítése során az 5 %-os ecetsavat perklórsawal helyettesítettük: • kétszer lefagyasztott sejteket kétszeres térfogatú vízben vettük fel, és 45 mM perklórsavban vontuk Iá, 16 órin át, 0°C-OTL A kivonat félül úszóját 10 N KOH- dal pH 7.5- re Mrtltuk 2 óra 0°C- on történő inkubálás után a kivonatot centrifugáltuk (12000 rpen, 4°C, 10 pere), a toxin izolálás további lépéseire a felülúszót használtuk. A mustámövényeket Kós és mtsai (1995) módszere alapján neveltük (6). A nád szövettenyészeteket felületi sterilizált nóduszokból és gyökerekből állítottuk elő, módosított MS (Murashige- Skoog) táptalajon (1, 9). A kísérleteink során nád embriogén és nem embriogén kalluszokat, nem embriogén sejtszuszpenziós tenyészetet, valamint in vitro előállított "mini" nádnövényeket használtunk fel. A toxinkezeléseket nyers cianotoxin kivonatokkal, és tisztított mikrocisztinnel végeztük (6). A nyers kivonatokban található mikrocisztin relatív mennyiségét pg/ml klorofill-* egységekben adtuk meg. Előkíséri etemk ben bizonyítottuk, hogy a sejtek mikrocisztin tartalma a sejtlü vonat klorofill tartalmával arányos. A peroxidáz aktivitás meghatározásához a pirogalloit használtuk H-donorként, az enzimaktivitást az időegység alatt keletkező purpurogallin mennyisége adta meg (7). Az egységnyi fehérje tartalomra vonatkoztatott peroxidáz aktivitást a Bradford módszerrel meghatározott fehérje-tartalomból számítottuk (2). 3. Az eredmények és a megbeszélés A Sinapis alba csíranö vények és a Phragmites australis szövettenyészetek növekedését a mikrocisztin gátolja. A Sinapis alba esetében a tisztított mikrocisztin-LR 50 %-os növekedésgátlás (IC») értéke 3 pgÁnl (6). A Phragmites australis esetében gyökér-és száreredetú embriogén kalluszokat, valamint csíranövény eredetű nem embriogén kalluszokat állítottunk elő. Mindkét kollusztípus növekedését • nyers mikron sztin kivonat gátolta (/. ábra). A cianotoxin IC* értéke az embriogén kalhiszok esetében 2-4, a nem embriogén kaüuszok esetében 6-8 pgÁnl klorofill-a egységben kifejezett mikrocisztin mennyiségnek felelt meg. A nem embriogén kalluszból nyert sejtszuszpenziós tenyészetek növekedését mind a nyers cianotoxin kivonat, mind a tisztított mikrocisztin gátolta (2. A.. B. ábra). A szövettenyésztési módszerrel regenerált nádnövények növekedését a tisztított mikrocisztin gátolta, a cianotoxin 1C» értéke 15 pg/ml volt. 0 2 4 6 t 10 12 miboctfztinjig/ml klorofill-« egységben kifejezve 2. A. ábra fj 5 pgAnl mfcrodsztki 2. B. ábra 2. ábra. A mikrocisztin hatása a Phragmites australis nem embriogén sejtszuszpenzió növekedésire: a nyers ciatotoxm kivonat (A), ill a tisztított mikrocisztin (B) hatása A peroxidázok enzimcsaládjáboz különböző molekulatömegű, eltérő szubsztrát specificitású, sejtbeni lokalizációjú enzimek tartoznak (4). A peroxidázok aktivitása változhat a szövettípus, a fejlődési állapot függvényében, a stresszfiaktorok stb. hatására (4). Az aktivitásuk emelkedése adott szöveten belül az oxidációs vagy egyéb stressz jelenlétére utal. Általában elfogadott, hogy a peroxidázok aktivitásának e-
