Hidrológiai Közlöny, 2013 (93. évfolyam)

2013 / 5-6. különszám - LIV. Hidrobiológus Napok előadásai

42

HIDROLÓGIAI KÖZLÖNY 2013. 93. ÉVF.5-6. SZ.

Az eltérő biomasszájú és faji összetétellel rendelkező természetes vízminták esetén (4. ábra) a fent említett két módszer (’3’ és ’5’) közötti különbség szembetűnőbb, mint az állandó laboratóriumi körülmények között tenyésztett ci- anobaktérium fajoknál.

A kombinált módszerrel kinyert fikocianin koncentrációt 100 %-nak tekintve, az egyszerű ultrahangos roncsolás 15—

65 %-kal kisebb hatékonyságú volt. Ezek az eredmények az adott élőhely alga biomassza nagyságától függetlenül alakultak így (kl-a koncentrációk: Pátkai-tározó 515 pg/l, Zá- molyi-tározó 373 pg/l, Kis-Balaton Ingói-berek 187 pg/l és Keszthelyi-medence 24,8 pg/l). Az eltérő extrakciós időnél jelentkező fikocianin maximumok pedig a fentiek alapján a fitoplankton különböző faji összetételének eredménye lehet.

1 2 3 4

4. ábra: A fagyasztás-olvasztás (fekete oszlopok) és kombinált módszerek (fehér oszlopok) összehasonlítása: 1) Pátkai- tározó, 2) Zámolyi-tározó, 3) Kis-Balaton Ingói-berek, 4) Keszthelyi-medence esetében.

2010-es kísérletsorozatunkban a Balaton négy medencéjéből származó 35 felszíni vízminta esetében először nyílt lehetőségünk a fent említett két módszer hatékonyságának összehasonlítására és mikroszkóppal meghatározott biomasszával való összevetésére. (5. ábra). A fagyasztás-olvasztás módszerrel a minták közel 1/3-ánál a fikocianin tartalom nem érte el a kimutatási határértéket, annak ellenére,

timalizálására, melyet a biomassza nagysága és faji összetétele alapvetően befolyásol, továbbá rövidebb ideig tartó szo- nikálást tesz lehetővé, mely csökkenti az ultrahangos roncsolás során bekövetkező hőmérséklet-emelkedésből adódó pigment bomlást.

Az általunk kidolgozott kombinált módszerrel elért eredményeink (r2=0,8082) jó alapot szolgáltathatnak a fikociahogy a cianobaktériumok részesedése az alga biomasszából esetenként meghaladta a 90 %-ot is (14-93 %). Ezen minták 2/3-ánál a domináns cianobaktérium faj az Aphanizomenon issatschenkoi volt. A kombinált módszer viszont sokkal érzékenyebbnek bizonyult, valamennyi minta fikocianin tartalma kinyerhető és mérhető volt. Mindkét módszerrel kapott fikocianin tartalmat összevetettük a valós cianobaktérium biomasszával {4. ábra). A kombinált módszerrel sokkal szorosabb összefüggést kaptunk (r-0,8022), mint a fagyasztás-olvasztás módszerrel (r2=0,5474), mellyel a part közeli minták fikocianin tartalmát nem tudtuk meghatározni.

y = 0.003x+ 3.4963 R! = 0.8022

0.0026X-2.1601

R* = 0.5474

cianobaktérium biomassza (pg/l)

5. ábra: A fagyasztás-olvasztás (négyzettel jelölt) és a kombinált (rombusszal jelölt) módszerrel kapott fikocianin koncentráció és a mikroszkóppal meghatározott biomassza mennyisége közötti összefüggés a Balaton felszíni vízmintáiban.

Bár az ultrahangos roncsolással önmagában közel ugyanazon hatékonyságot el lehet érni, mint a kombinált módszerrel (2. ábra: állandó körülmények között szaporított fajok esetében), ez utóbbi több előnyt ad a mintafeldolgozás során. A minták fagyasztása alkalmat ad a későbbi pigment meghatározásra, lehetőséget biztosítva az extrakciós idő opPhycocyanin extraction methods and its application in freshwaters with different trophic states Hajnalka Horváth, Attila W. Kovács, Lajos Vörös, Eszter Zsigmond and Mátyás Présing

Abstract_Phycocyanin (PC) is one of the water-soluble accessory pigments of cyanobacteria species which concentration is used to estimate the presence and relative abundance of cyanobacteria. A number of studies have been published on phycocyanin extraction methods, but there is no standard protocol for PC extraction from cyanobacteria cells. After several experiments with four filamentous N2-fixing cyanobacteria strains (

Cylindrospermopsis raciborskii, Anabaena spiroides, Aphanizomenon ßos-aquae and Aphanizomenon issatschenkoi), the effectiveness of four selected extraction methods (repeated freeze-thaw method, homogenization with mortar and pestle, Ultrasonic and Polytron homogenizer) was compared with the culture of C. raciborskii. It was found that the extraction efficiency of phycocyanin was the highest (of the methods compared) when a single freezing-thawing cycle was followed by sonication (25% more yield was extracted than with freezing-thawing method alone). Applying this combined method to surface water of Lake Balaton, a good correlation was found between PC concentration and cyanobacterial biomass (r2 = 0.8082). It

nin koncentrációja és a cianobaktérium biomassza közötti viszonyszám leírására.

Köszönetnyilvánítás

Jelen munka a KTIA-OTKA CNK-80140, a NERC-ARSF & NERC FSF (EU 10/03) és a TÁMOP-4.2.2. A-ll/l/KONV2012-0038 számú pályázatok támogatásával valósult meg.

Irodalom

Bennett, A. & Bogorad, L. (1973). Complementary chromatic adaptation in a filamentous blue-green alga. Journal of Cell Biology 58: 419^435.

Downes, M. T. & Hall, J.A. (1998). A sensitive fluorometric technique for the measurement of phycobilin pigments and its application to the study of marine and freshwater picophytoplankton in oligotrophic environments. Journal of AppliedPhycology, 10: 357-363.

Gregor, J. & MarSálek, B. (2005). A simple in vivo fluorescence method for the selective detection and quantification of freshwater Cyanobacteria and Eukaryotic Algae. Acta Hydrochimica Hydrobiologie 33: 2, 142-148.

Rippka, R., Deruelles, J., Waterbury J.B., Herdman M. & Stanier R.Y. (1979) Generic assignments, strain histories and properties of pure cultures of cyanobacteria. J. Gen. Microbiol., Ill: 1-61.

Sarada, R., Pillái, M.G. & Ravishankar, G.A. (1999). Phycocyanin from Spi- rulina sp: influence of processing of biomass on phycocyanin yield, analysis of efficacy of extraction methods and stability studies on phycocyanin. Process Biochemia 34: 795-801.

Seppälä, J., Ylöstalo, P., Kaitala, S., Hällfors, S., Raateoja, M. & Maunula, P. (2007). Ship-of-opportunity based phycocyanin fluorescence monitoring of the filamentous cyanobacteria bloom dynamics in the Baltic Sea. Estuar. Coast. Shelf Sei., 73: 489-500.

Sidler, W.A. (1994). Phycobilisome and phycobiliprotein structures. In: Bryant D.A. (Ed.), The Molecular Biology of Cyanobacteria. Kluwer Academic Publisher, Dordrecht, pp 139-216.

Siegelman, H. & Kycia, J.H. (1978). Alga biliproteins. In: Handbook of phycol- ogical methods: physiological and biochemical methods/eds. Hellebust, J.A. & Craigie, J.S., 1978 Cambridge University Press, 72-78.

Simis, S.G.H., Peters, S.W.M. & Gons, H.J. (2005). Remote sensing of the cyanobacterial pigment phycocyanin in turbid inland water. Limnology and Oceanography 50: 237-245.

UTERMÖHL, H (1958). Zur Velvollkommung der quantitativen Phytoplankton- Methodik. Mitt. Int. Ver. Limnol. 9: 55-57.

Watras, C.J. & Baker, A.L. (1988). Detection of planktonic cyaqnobacteria by tandem in vivo fluorimetry. Hydrobiologia 169: 77-84.

Williams, R.C., Gingrich, J.C. & Glazer, A.N. (1980). Cyanobacterial phyco- bilisomes. Journal of Cell Biolology 85: 558-566.

has been shown that the combined method could be suitable to measure cyanobacteria PC content and estimate contribution of cyanobacteria to total biomass. Keywords: ylindrospermopsis raciborskii, Aphanizomenon ßos-aquae, Anabaena spiroides, phycocyanin, extraction methods.